Zoologia

Zoologia gy joha07gI ACKa6pR 02, 2010 | 40 pagos 48 MÉTODOS DE CAPTURA DE ARTROPODOS Formas voladoras Para su caza se utiliza la clásica manga entomológica o cazamariposas (Figura 21), también pueden utilizarse las otras alternativas ya descriptas (Figura 20, 23), Posteriormente, introducción de los mismos en los tubos o frascos de transporte, o bien, en el caso de artrópodos muy pequeños la captura mediante un aspirador bucal (Imagen A Ocultos entre la vegetación Los métodos más propicios para la captura de estos grupos (coleópteros, hemípteros, homópteros, ortópteros, neurópteros, mecópteros, etc. on el barrido y el vareo o batido de la vegetación. La manga de barrido requiere que tanto la estructura o armazón metálico como la malla, sean resistentes, pues han de soportar sucesivas pasadas sobre vegetación de consistencia variable, ue han de ser hechas con relativa fuerza y velocidad. Un model es el que presenta, PACE 1 orao diametralmente, el s del aro (Figura 34). A diferencia del . l cedimiento de vareo o batido es má ra de artrópodos de distintos grupos que egetación de mayor porte como árboles, matorrales, arbustos, etc. Este método requiere una vara o bastón para realizar el batido de la vegetación algo que actúe de superficie receptora. Una superficie o sábana blanca puesta en el suelo es suficiente. Un simple paraguas, preferiblemente de un sólo color, puede proporcionar buenos resultados (Figura 35). Figura 34. Manga de barrido Figura 35.

V Swlpe to vlew next page Vareo con paraguas articulado 48 49 Edáficos Numerosos organismos del suelo, tales como ácaros (Figura 36 A, B), isópodos (Figura 36 C), miriápodos (Figura 36 D), insectos apterigotas, así como una amplia gama de representantes de pterigotas, debido a su diminuto tamaño, deben recogerse con métodos especiales que requieren la toma e muestras de suelo y hojarasca. Figura 36. Organismos del suelo. A, B, Cy D, explicación en el texto. Un método sencillo es, esparcir una cierta cantidad de hojarasca sobre una hoja blanca y suspender encima una luz potente mientras se va dando la vuelta a los fragmentos. Los artrópodos, así molestados, se movilizan y tienden a buscar refugio, hecho que posibilita recogerlos con un pincel húmedo o un aspirador. Para la extracción de fauna edáfica, en el laboratorio se utiliza el embudo de Berlese (Figura 16), donde los organismos migran hacia abajo, al huir de una fuente de luz y calor.

La observacion de na muestra de suelo bajo un flexo, también puede dar buenos resultados recogiendo los pequeños artrópodos con un pincel o un aspirador (Imagen A). Acuáticos Dulceacuícolas: Además de los crustáceos y algunos arácnidos, se incluyen los grupos de insectos cuya fase juvenil se desarrolla en medio ac o otros insectos que 2 desarrollan la fase adulta. ra se precisa una siendo más adecuada una embocadura de menor diámetro y una bolsa de no más de 15 cm de profundidad. Otra pieza útil del equipo es el garfio de rastrear (Figura 37). 49 50 Figura 37. Garfio de rastreo (A).

Captura del mejillón dorado en el entos profundo, en la desembocadura del río Miriñay en el río Uruguay(B) Marinos: Los métodos de captura aplicados en la recolección de artrópodos marinos, como son principalmente crustáceos y picnogónidos, están en función de su diferente tamaño, hábitos y profundidad a la que viven, utilizándose redes de arrastre adecuadas Fauna mesolitoral: Los métodos de recolección en la zona mesolitoral (mareas) son relativamente simples (captura manual) (Figura 38), ya que los ejemplares (cangrejos, percebes) son fácilmente observables.

Figura 38. Muestreo manual en el mesolitoral en la localidad de Porto Estrela, Rio Grande do Sul, Brasil 51 Gallicolas y Minadores Figura 39. Ubicación de las agallas La ubicación de las agallas en la planta es variable (Figura 39), pueden encontrarse en las raíces, base de los troncos, hojas, frutos, etc. Estas deformaciones se deben recoger en su estado maduro (colores pardos) y con la ayuda de alicates, tijeras podadoras o azadas.

Las agallas colectadas deben colocarse de forma individualizada en c hasta la total emergencia 3 de la entomofauna que en periodo de tiempo que epidérmicas de las hojas y su presencia puede ser detectada externamente después de que el área de la que la larva se ha limentado muere, dejando, por lo general, una delgada capa de epidermis seca y hueca. Las hojas dañadas aparecen provistas de túneles, manchas o ampollas blanquecinas (Figura 40). Figura 40. Tipos de minas 1. Inicio de la mina. 2. Excremento del insecto. 3. Orificio en la hoja. 4.

Concentración lineal del excremento 52 PREPARACIÓN y CONSERVACIÓN Existen una serie de normas generales sobre la conservación de artrópodos, que permiten una posterior utilización como material didáctico. Estas normas incluyen el transporte del material, su conservación en medio líquido o seco y su posterior catalogación.. Transporte En la onservación de artrópodos, el primer problema con que nos encontramos es el transporte desde el lugar de captura hasta el laboratorio. En el caso de conservarlos en medio líquido, se pueden incluir directamente ya en el campo.

El problema se plantea en los ejemplares que van a ser conservados en seco, cuyo transporte debe efectuarse de manera que se deterioren lo menos posible. Como solución se puede optar por dos métodos: 1 ) guardarlos aisladamente y de forma holgada, al laboratorio; 2) guardarlos en forma agrupada, en frascos provistos de pequeñas virutas de corcho o papel (ej. : pequeños círculos de las aladradoras de papel) con algunas gotas de acetato de etilo que matará a los ejemplares, impidiendo su movilidad, y por tanto, su deterioro. En los grupos delicados, se aconseja trasladarlos aisladamente.

En lepidópteros (mariposas), los cuales son espec 4 OF aconseja trasladarlos aisladamente. En lepidópteros (mariposas), los cuales son especialmente delicados, deben matarse inmediatamente. Un método inocuo para matar los lepidópteros es por simple preslón del tórax con los dedos en la zona situada inmediatamente por debajo del punto de articulación de las alas. una vez muertos, para su transporte o almacenaje hasta su olocación definitiva, pueden guardarse en triángulos de papel satinado (no desprende las escamas) como se indica en la figura 41 Figura 41 .

Triángulos entomológicos 53 Para los ortópteros (e. g. «langostas», «grillos») existe una forma un tanto peculiar de transporte, que consiste en guardarlos en cucuruchos de papel, los cuales se almacenan hasta la colocación definitiva de los especimenes. Otra estructura de papel para acomodar a los insectos hasta su montaje definitivo es la «manta entomológica» (Figura 42). El papel utilizado para la construcción de la «manta» puede ser de diarios.

Este, por más ue no es transparente, presenta la ventaja de ser absorbente y conserva por más tiempo al insecto. Asimismo, es muy simple su preparación, en donde en su cuadrado central, se aconseja colocar una cama fina de algodón «bruto» donde colocar el insecto. El algodón común no es aconsejable ya que los apéndices de los insectos pueden enmarañarse con las fibras del mismo. A falta de algodón bruto, colocar papel absorbente. Figura 42. Manta entomológica. A-D: etapas en la elaboración.

Una cuestión importante que se debe tener presente es la anotación en la libreta de campo del mayor número posible de atos (localidad, fecha, hábitat, planta 0 libreta de campo del mayor número posible de datos (localidad, fecha, hábitat, planta hospedadora, etc. ). Los frascos de colecta, triángulos, camas, sobres o cucuruchos, deben llevar alguna anotaclón o referencia que correlaclone los artrópodos así reseñados con sus correspondientes datos de la libreta de campo; información, toda ésta, que quedará reflejada en el etiquetado o rotulado definitivo de los ejemplares.

Conservación en medio l[quido Como regla general se conservan en medio líquido todos los quelicerados, crustáceos, miriápodos y los insectos de tegumento lando (proturos, dipluros, colémbolos, tisanuros, pulgones, piojos, etc. ). 53 54 Este medio líquido, salvo en los casos que expresamente se indique en el grupo correspondiente, estará formado por alcohol al 70%, al que se le añaden unas gotas de glicerina que evitarán el excesivo endurecimiento. Podrán guardarse aisladamente o bien juntos los de la misma especie, siempre que tengan la misma procedencia (ej: hormigas de un mismo nido, pulgones de una misma colonia).

Los tubos o frascos debidamente etiquetados se cierran con tapones o tapas que cierren lo más herméticamente osible, de esta forma se evitará la evaporación del líquido. Para evitar el ennegrecimiento de las larvas de gran tamaño con cuerpo blando (ej: larvas de Scarabaeoidea), se aconseja matarlas por inmersión en agua hirviendo y as[, una vez cocidas, se conservarán perfectamente en alcohol 70% con o sin glicerina. Conservación en seco Los grupos que se conservan en seco son casi exclusivamente insectos.

En primer lugar, habrá que matar el ejemplar en el laboratorio, si 6 0 casi exclusivamente insectos. En primer lugar, habrá que matar el ejemplar en el laboratorio, si aún está vivo en el frasco o tubo olector en el que fue trasladado desde el campo. Para ello, basta con impregnar el tapón, en caso de ser de corcho, con acetato de etilo, o bien introducir en el tubo un poco de papel humedecido en dicho producto, sin que llegue a gotear. También puede utilizarse tetracloruro de carbono.

No obstante, la forma más inocua para el investigador, consiste en congelar los ejemplares, método éste que presenta ventajas respecto al uso de agentes mortíferos; por una parte, el tiempo de estancia en el congelador es ilimitado, y por otra, los insectos recién descongelados tienen la elasticidad de los recién muertos, lo que facilita su manejo. Si los ejemplares llegan al laboratorio muertos, pero además secos y endurecidos, hay que proceder a su reblandecimiento antes de efectuar el montaje definitivo para que puedan ser manejados con facilidad y además que el montaje sea correcto.

La operación de reblandecimiento se llevará a cabo mediante una metodología para reblandecer, donde se introducen los ejemplares, y que no es otra cosa que un recipiente donde se crea una atmósfera de humedad. Se puede utilizar con este fin una caja de p ástico con arena humedecida, se recubre con papel de filtro y sobre el papel se colocan trozos de corcho con los ejemplares, tapando continuación la caja con su tapa. Para evitar la aparición de enmohecimiento en los insectos, se aconseja, bien poner unas gotas de fenol o formol en la arena, o bien, haber hervido previamente la arena.

Para obtener un buen reblande 0 formol en la arena, o bien, haber hervido previamente la arena. Para obtener un buen reblandecimiento se dejarán los ejemplares entre 48 y 96 horas, siendo a veces necesario esperar más de una semana para obtener resultados aceptables. 54 55 Los insectos secos se montan con alfileres entomológicos (Figuras 43 y 44), nunca se deberán emplear alfileres de coser, a que con el tiempo llegan a oxidarse, estropeándose los ejemplares.

Los alfileres entomológicos tienen una longitud determinada (aproximadamente 38 mm), variando en grosor, por lo cual se enumeran desde el no 000, que es el más fino, hasta el más grueso que posee el no 7, no obstante los que más corrientemente se emplean son los números O, 1, 2 y 3. Los ejemplares se pinchan por la cara dorsal, en los lugares adecuados, para lo cual, se colocan sobre una plancha de corcho. Los insectos deben quedar en el alfiler a una altura tal, que se pueda coger dicho alfiler con los dedos y al mismo tiempo poder nsartar las etiquetas por debajo del ejemplar .

Generalmente se dejan 2/3 de alfiler por debajo del insecto y 1/3 por encima. Se debe procurar siempre que el eje anteroposterior del animal quede lo más perpendicular posible al alfiler. En general, las patas y antenas se colocarán de forma simétrica y recogidas junto al cuerpo para evitar que se rompan al manejar el ejemplar . Cuando las antenas son muy largas (ej: algunos coleópteros u ortópteros), éstas se sitúan hacia atrás junto al cuerpo. Figura 43.

Posición correcta para la inserción de los alfileres en varios grupos de insectos, y otras técnicas de montaje. En los dibujos 1-L se muestran posiciones i 8 OF dibujos 1-L se muestran posiciones incorrectas, mientras que los dibujos M y N se corresponden con artrópodos bien montados. 55 56 Figura 44. Uso de alfileres entomológicas para posicionar correctamente los apéndices. Figura 45. A. Uso de soporte de un corcho. B. Uso de un triángulo de papel resistente.

En casi todos los grupos de insectos, el alfiler se clava en el tórax tendiendo a que quede insertado hacia la parte derecha (ortópteros, blatodeos, hemípteros, ver figura 43), o en posición central (lepidópteros, odonatos, himenópteros, dípteros, európteros); no obstante, en los coleópteros se introduce en el ángulo superior del élitro derecho, de forma que el alfiler salga ventralmente entre la segunda y tercera patas; en hemípteros hacia el lado derecho del escutelo y en ortópteros ligeramente a la derecha de la [nea media del pronoto.

En cualquier caso, se procurará dañar lo mínimo posible el ejemplar, así como no ocultar caracteres necesarios para la identificación. Para lograr que queden debidamente preparados, el alfiler con el insecto atravesado se clava por su parte inferior en la plancha de corcho, hasta que el ejemplar quede en contacto con la misma, colocando continuación una serie de alfileres accesorios que sujetan (nunca atraviesan) las patas y las antenas en la posición definitiva (Figura 44). ¿-n los órdenes pidópteros, neurópteros, himenópteros y dípteros s anto las alas del lado como del lado izquierdo.

En el caso de los 57 ortopteroides (dermápteros, blatodeos, mantodeos, ortópteros, isópteros) sólo las alas del lado derecho. En los coleópteros y hemípteros no se extienden las alas. Los insectos correctamente pinchados y extendidos permanecerán así hasta su completa desecación que variará según el tamaño de los mismos y la humedad del ambiente (1 ó 2 semanas). Para lograr el montaje correcto de los lepidópteros (Figura 45), se utilizan unos aparatos especiales denominados extendedores.

Báslcamente consisten en dos planchas paralelas de un material blando (corcho, madera de balsa, poliestireno, etc. ) situados sobre una base que debe ser también de materia blanda, el espacio que dejen las dos bandas deberá ser suficientemente ancho y profundo como para alojar el cuerpo de la mariposa una vez atravesada por el alfiler. Asf pues, se dispondrá de extendedores con ranuras regulables en cuanto anchura y profundidad para adaptarse al cuerpo de cada lepidóptero, o ien, de extendedores de anchuras fijas.

Un extendedor muy sencillo se puede construlr con una plancha de corcho sobre la que se pegarán (o se clavarán con alfileres) dos planchas del mismo corcho pero de espesor variable (intercambiables según el tamaño de los insectos) y que dejarán entre ellas un espacio suficiente como para que quepa el cuerpo de la mariposa. La mariposa atravesada por el alfiler a nivel del mesonoto, se coloca en la ranura del extendedor de modo que el punto de articulació n de las alas quede al mismo nivel que las bandas laterales (Figura 45). Seguidamente hay que proceder a colocar las alas en la posic